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Después de identificar el punto de monitoreo, se desarrolló la toma de muestras dependiendo de la comunidad específica a monitorear. Una vez tomadas, éstas fueron rotuladas y registradas correctamente en formatos de campo incluyendo fecha y hora de muestreo, responsable de la toma, origen y \nestado de estas, tipo de comunidad, tipo de fijación y otras observaciones pertinentes.","methodSteps":["Perifíton \nLa colecta de las muestras se efectuó raspando los sustratos naturales presentes en las estaciones monitoreadas (troncos, piedras y hojas), en un área conocida (cuadrante de perifíton de 7,82 cm2) con un cepillo en 10 ocasiones. Posteriormente, el material acumulado se disolvió en un frasco de vidrio ámbar que contenía alcohol al 70% y se le agregaron unas gotas de Lugol para facilitar su identificación en el laboratorio. Las muestras fueron marcadas, registradas en las planillas de campo y almacenadas en una nevera de icopor para su posterior traslado al laboratorio.","Macroinvertebrados bentónicos y asociados a macrófitas \nLas muestras fueron colectadas con una red Surber de diámetro de ojo de malla de 300 µm. La red fue depositada en 10 ocasiones sobre el sustrato con la abertura en dirección contraria a la corriente, para así barrer el fondo desplazando los sedimentos dentro del cono, este procedimiento se realizó 10 veces. Por su parte, los macroinvertebrados asociados a macrófitas fueron capturados sumergiendo la red en sitios con abundante presencia de macrófitas, realizando un recorrido vertical desde las raíces hasta las demás estructuras vegetativas capturando todo el material presente. El material colectado fue depositado en bolsas de seguridad, alcohol al 70%, teñido con el colorante Rosa de Bengala. Una vez colectadas las muestras, se rotularon y almacenaron en una nevera de icopor, una vez se realizó su respectivo registro, cumpliendo con los requisitos expuestos en las planillas de campo.","Fitoplancton \nLas muestras fueron tomadas con la ayuda de una red de plancton, con diámetro de ojo de malla de 23 µm, que permite la colecta de organismos mayores a este diámetro, además de la concentración de la muestra. Se utilizó un recipiente de volumen de agua conocido (balde de 10 L) para efectuar la filtración de la muestra por la red (100L). Esta consta de un cono o colector ubicado en la parte inferior, en el cual se concentran los organismos colectados. Posterior a la filtración, se prosiguió con el almacenamiento de las muestras en frascos ámbar, las cuales fueron fijadas utilizando alcohol al 70%; adicionalmente se agregaron unas gotas de Lugol para facilitar la identificación en el laboratorio. Por último, se procedió con la marcación y almacenamiento en las neveras de icopor.","Zooplancton \nLa colecta de las muestras se efectuó de forma similar al fitoplancton, con la ayuda de una red de plancton de mayor micraje (55 µm), ya que el tamaño de estos organismos es superior al del fitoplancton, filtrando un total de 100L. Una vez tomadas las muestras se procedió a depositarlas en los frascos debidamente etiquetados. Posteriormente, se agregó un agente narcótico (soda), adicionando a la muestra trazas de bórax que evita o reduce la contracción o distorsión de los organismos. Una vez narcotizados y luego de 30 minutos, se añadió la solución conservante o fijadora (Etanol 70%) para su posterior traslado al laboratorio.","Ictiofauna \nPara el muestreo de ictiofauna, se usaron los artes de pesca que permiten muestrear especies de talla pequeña de bajo o nulo interés pesquero. Se utilizó una red de arrastre en conjunto con una atarraya, realizando varios barridos y lances con un esfuerzo de muestreo de 60 minutos con cada uno, en una franja de 100 m sobre la fuente hídrica evaluada.\nLa longitud del transecto (100 m) propuesta para la metodología de fauna íctica anteriormente mencionada puede variar según las condiciones longitudinales de los cuerpos de agua (acceso, homogeneidad de los sustratos y tamaño del cuerpo de agua). Para cada taxón capturado se tomó un registro fotográfico destacando algunas estructuras que permitan su posterior identificación en el laboratorio para posteriormente liberarlas al medio. Para especies pequeñas de difícil identificación, además del registro fotográfico, posteriormente se colectarán los especímenes en frascos de vidrio transparentes preservados con formol al 10%.","Macrófitas acuáticas \nPara la caracterización de esta comunidad se realizó un transecto de 10 m paralelo a la orilla del sistema, dividiendo éste entre el área terrestre y el área acuática (zona litoral), dependiendo la longitud de los parches de macrófitas (Esteves, 1998), en cada cuerpo de agua. Por medio de un cuadrante de dimensiones conocidas (1m x 1m), se estimaron las coberturas (en porcentaje) de las diferentes plantas que quedaban ubicadas dentro del cuadrante, realizando tres réplicas en la interfase agua – tierra y tres réplicas en la fase acuática.\nLuego de obtener las coberturas, se tomará un ejemplar de cada una de las morfoespecies existentes en la estación, para lo cual se extraerán ejemplares que presenten sus estructuras reproductivas (flores y frutos), raíces y hojas completas. El material colectado se limpiará previamente con abundante agua, con el fin de eliminar los excesos de materia orgánica o sedimento adherido a las raíces u hojas y se prensará en papel periódico. 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